专利名称：小鼠创伤失血性休克模型的建立方法
技术领域：
本发明涉及动物实验模型技术领域，主要是一种小鼠创伤失血性休克模型的建立方法。
背景技术：
无论和平或战争年代，创伤失血性休克都是一种常见的临床重症。在临床实践中， 创伤死亡中1/3由创伤性休克引起。创伤失血性休克后，机体免疫功能紊乱引起的脓毒血症及多脏器功能衰竭越来越成为其导致死亡的最主要的原因。为了开展创伤失血性休克引起的一系列病理生理改变的相关研究，比如炎症反应、免疫调节、微循环灌注、器官损伤等问题，建立一个稳定的创伤失血性休克模型显得至关重要。目前，创伤失血性休克模型大致可以分为大动物模型和小动物模型。然而，大动物模型(猪、狗、牛、羊等)具有很多缺点，比如个体差异大、资金花费高、难于饲养繁殖等。相反，小动物模型(大鼠、小鼠等)具有明显的优点，比如品种多、个体差异小、花费低、易于饲养繁殖等。因此，越来越多的关于创伤失血性休克的科研建立在大鼠或小鼠的模型上。在过去的几年中，我们的科研团队已经建立了大鼠的创伤失血性休克模型，并在此基础上进行了一定的研究，相关的论文已经发表在Critical Care Medicine,Shock.The Journal of Trauma等杂志上。相对于大鼠模型，小鼠模型又有其独特的优势，比如小鼠的试剂较多、基因敲出小鼠和转基因小鼠的应用等等。因此，建立小鼠的创伤失血性休克模型对创伤研究来说具有必要性。虽然，前人尝试了一些方法去建立小鼠的创伤失血性休克模型，但是因为这些方法各有缺点，所以至今尚未建立一个标准的小鼠创伤失血性休克模型。 由于以上原因，促使我们去建立一个既能模拟临床实际、又能便以操作的小鼠创伤失血性休克模型。
发明内容
本发明的目的正是要克服上述技术的不足，而提供一种小鼠创伤失血性休克模型的建立方法，监测小鼠的各项病理生理指标，为科研和临床提供应用的平台。本发明解决其技术问题采用的技术方案这种小鼠创伤失血性休克模型的建立方法，步骤如下(1)鼠尾无创测压选取8-12周的体重20 25g左右的雄性C57BL/6小鼠，水合氯醛作为麻醉剂，以300mg/kg向腹膜内注射；麻醉后仰卧位绑定小鼠四肢，并用无创鼠尾测压仪将小鼠尾巴固定，以此来检测小鼠的平均动脉压(MAP)、心率等生理指标；(2)股骨离断创伤固定小鼠后，沿小鼠左侧髌骨处做一长约0. 5cm纵行切口，暴露肌腱，剪断肌腱与股骨，无菌棉花填塞骨髓腔，缝合肌腱和切口 ；(3)颈动脉置管，放血、补液沿小鼠颈正中线做一长约Icm的纵行切口，分离后充分暴露颈内结构，于远心端结扎右侧颈动脉，经右侧颈动脉插管并固定，在无创鼠尾测压仪的监测下逐渐放血至休克(平均动脉压为35士5mmHg)，记录放血量，并且维持休克状态90min ；然后经右颈动脉的导管补乳酸林格氏液，补液量为失血量2倍，用微量注射泵15分钟左右完成补液。补液完毕后拔出导管并结扎右颈动脉，缝合颈部切口 ；(4)激光多普勒监测微循环灌注在整个创伤失血性休克及复苏过程中，对小鼠的平均动脉压(MAP)、心率等生理指标进行检测，并用激光多普勒监测在小肠、肝脏、肾脏等重要器官上的微循环灌注情况。本发明有益的效果是1、该模型能够模拟临床实践。2、该创伤休克打击能够引起微循环改变，器官组织及功能的损伤。3、该模型具有可操作性，且能够加载多种干预。4、相对于大鼠，虽然小鼠的操作难度增加，但是能够增加应用面，比如免疫学研究以及转基因小鼠的应用。
图1是本发明在失血结束时，与对照组(Sham)相比的示意图；图2是本发明在补液后M小时，与对照组(Sham)相比的示意图。
具体实施例方式为了使本发明的目的、技术方案及优点更加清楚明白，下面结合举例，对本发明进行进一步详细说明。应当理解，此处所描述的举例仅仅用以解释本发明，并不用于限定本发明。如图所示，这种小鼠创伤失血性休克模型的建立方法，步骤如下(1)鼠尾无创测压选取8-12周的体重20 25g左右的雄性C57BL/6小鼠，水合氯醛作为麻醉剂，以300mg/kg向腹膜内注射；麻醉后仰卧位绑定小鼠四肢，并用无创鼠尾测压仪将小鼠尾巴固定，以此来检测小鼠的平均动脉压(MAP)、心率等生理指标；(2)股骨离断创伤固定小鼠后，沿小鼠左侧髌骨处做一长约0. 5cm纵行切口，暴露肌腱，剪断肌腱与股骨，无菌棉花填塞骨髓腔，缝合肌腱和切口 ；(3)颈动脉置管，放血、补液沿小鼠颈正中线做一长约Icm的纵行切口，分离后充分暴露颈内结构，于远心端结扎右侧颈动脉，经右侧颈动脉插管并固定，在无创鼠尾测压仪的监测下逐渐放血至休克(平均动脉压为35士5mmHg)，记录放血量，并且维持休克状态 90min ；然后经右颈动脉的导管补乳酸林格氏液，补液量为失血量2倍，用微量注射泵15分钟左右完成补液。补液完毕后拔出导管并结扎右颈动脉，缝合颈部切口 ；(4)激光多普勒监测微循环灌注在整个创伤失血性休克及复苏过程中，对小鼠的平均动脉压(MAP)、心率等生理指标进行检测，并用激光多普勒监测在小肠、肝脏、肾脏等重要器官上的微循环灌注情况。结果如图6所示，与对照组(Sham)相比，在失血结束时，创伤失血性休克组(TH/ S)的平均动脉压明显降低，在小肠(Intestine)、肝脏(Liver)、肾脏(Kidney)等重要器官上的微循环灌注(Perfusion)明显降低；但是在补液结束时，对照组(Sham)与创伤失血性休克组(TH/S)无明显差异。*p < 0. 05，#p < 0. 01。如图7所示，在补液后M小时，与对照组(Sham)相比，创伤失血性休克组(TH/S)在小肠(Intestine)、肝脏(Liver)、肾脏
4(Kidney)等重要器官上的组织损伤明显增加(箭头所示)，在小肠、肝脏、肾脏等重要器官上的组织损伤评分(histological injury scores)明显增加。*p < 0. 05，#p < 0· 01。本技术经过大量动物实验证明，严重的创伤失血性休克能够引起明显的病理生理改变。虽然通过液体复苏能够迅速恢复血流动力学的稳定，但是在小肠、肝脏、肾脏等重要器官上的组织损伤仍然明显增加。总之，小鼠的创伤失血性休克模型作为一个动物实验模型，可以为科研和临床提供一个应用平台，以便在此基础上进行更加深入的研究。同时，小鼠的创伤失血性休克模型可以为创伤免疫的研究提供理论基础，为临床救治并发严重感染的创伤性休克患者提供新的思路。可以理解的是，对本领域技术人员来说，对本发明的技术方案及发明构思加以等同替换或改变都应属于本发明所附的权利要求的保护范围。
权利要求
1. 一种小鼠创伤失血性休克模型的建立方法，其特征在于步骤如下(1)鼠尾无创测压选取8-12周的体重20 25g的雄性C57BL/6小鼠，水合氯醛作为麻醉剂，以300mg/kg向腹膜内注射；麻醉后仰卧位绑定小鼠四肢，并用无创鼠尾测压仪将小鼠尾巴固定，来检测小鼠的平均动脉压、心率生理指标；(2)股骨离断创伤固定小鼠后，沿小鼠左侧髌骨处做一长0.5cm纵行切口，暴露肌腱， 剪断肌腱与股骨，无菌棉花填塞骨髓腔，缝合肌腱和切口 ；(3)颈动脉置管，放血、补液沿小鼠颈正中线做一长Icm的纵行切口，分离后充分暴露颈内结构，于远心端结扎右侧颈动脉，经右侧颈动脉插管并固定，在无创鼠尾测压仪的监测下逐渐放血至休克，平均动脉压为35士5mmHg，记录放血量，并且维持休克状态90min ；然后经右颈动脉的导管补乳酸林格氏液，补液量为失血量2倍，用微量注射泵15分钟完成补液， 补液完毕后拔出导管并结扎右颈动脉，缝合颈部切口 ；(4)激光多普勒监测微循环灌注在整个创伤失血性休克及复苏过程中，对小鼠的平均动脉压、心率生理指标进行检测，并用激光多普勒监测在小肠、肝脏、肾脏重要器官上的微循环灌注情况。
全文摘要
本发明涉及一种小鼠创伤失血性休克模型的建立方法，步骤如下(1)鼠尾无创测压(2)股骨离断创伤固定小鼠后，沿小鼠左侧髌骨处做一长0.5cm纵行切口；(3)颈动脉置管，放血、补液沿小鼠颈正中线做一长1cm的纵行切口，于远心端结扎右侧颈动脉，经右侧颈动脉插管并固定，在无创鼠尾测压仪的监测下逐渐放血至休克，并且维持休克状态90min；补液完毕后缝合颈部切口；(4)激光多普勒监测微循环灌注。本发明有益的效果是1、该模型能够模拟临床实践。2、该创伤休克打击能够引起微循环改变，器官组织及功能的损伤。3、该模型具有可操作性，且能够加载多种干预。
文档编号A61D1/00GK102379754SQ20111031874
公开日2012年3月21日 申请日期2011年10月19日 优先权日2011年10月19日
发明者唐寅, 张匀, 梁廷波, 白雪莉, 陈伟, 陈灵晓 申请人:梁廷波