有助于诱导生成神经前体细胞的诱导培养基的制作方法

本发明涉及再生医学领域，特别是一种有助于诱导生成神经前体细胞的诱导培养基。

背景技术：

神经退行性疾病是大脑或脊髓的神经细胞的结构和功能丧失导致的神经系统疾病。此类疾病，包括病程较长(20年或更长)的如阿兹海默症、帕金森症及少数病程进展较快(2-3年)的肌萎缩性脊髓侧索硬化症等，对人类特别是老年人的健康构成了巨大的威胁。现有的化学药物治疗手段虽然也可以缓解这些病症，但都没有取得十分明显的根治效果。因此，通过再生医学的手段重建病变的神经组织和器官的治疗策略显得尤为重要。

再生医学的最终目标为替换老化、病变或损伤的组织，目前可通过两大途径来实现，即细胞重编程技术和细胞转分化技术。细胞重编程技术的革新为细胞治疗带来了希望，现有研究表明已建立的多种疾病特异的多能性细胞系，可以在体外分化为多种类型的体细胞，为细胞治疗提供足够的种子来源。与此同时，细胞转分化技术的出现也引起了人们的极大关注。通过细胞转分化，可将病人的成纤维细胞直接转变成其他类型的体细胞，无需通过多能干细胞的阶段。因此，该方法更为直接和高效，这一技术同样为细胞治疗点燃了新的希望。目前，通过细胞重编程和细胞转分化这两种技术均可获得神经退行性疾病病人病变或损伤神经组织的细胞类型，为修复受损的组织功能提供了强有力的手段和全新的治疗策略，在细胞治疗方面具有潜在的应用价值。在未来的应用中，甚至可能通过原位改变附近细胞的基因表达或微环境来补充受损组织的细胞类型。

尽管传统的转录因子介导的重编程和转分化技术为细胞治疗带来了前所未有的曙光，但是从新类型细胞的获得到临床治疗的应用还有诸多问题亟待解决。由于转录因子介导的诱导过程中常借助于逆转录病毒、慢病毒等方式将外源基因导入细胞，虽然这类方式具有较高的基因转导效率，但是由于病毒序列整合到细胞的基因组中，会导致基因插入突变发生，甚至具有致瘤性，所以这种具有潜在危险性的基因导入方法显然不利于其在再生医学领域的应用，因而不同的研究小组将如何采用非整合型诱导方法实现转分化作为研究热点。

不同于诱导多能干细胞的致瘤性和传统转分化的外源基因插入，化合物诱导生成神经前体细胞成功规避了传统方法的诸多应用限制，更适合直接用于临床治疗。2014年，同济大学裴钢教授组的研究人员发现，通过纯粹的化学小分子诱导的方法，可以将体细胞转分化成神经前体细胞。他们通过特定化学组合物的组合，即VCR(VPA,HDAC的抑制剂；CHIR99021,GSK3的抑制剂；Repsox，TGFβ通路的抑制剂)，再加上低氧环境，可以将鼠的胚胎成纤维细胞诱导成神经前体细胞。近期，华人科学家丁胜教授及其同事发现并从机制上鉴定了多个全新的小分子化合物，将他们组合成一种名为M9的培养基，包括CHIR99021,A83-01,RG108,Parnate,SMER28,Hh-Ag1.5,retinoic acid,LDN193189和bFGF，可以促进哺乳动物成纤维细胞向神经前体细胞的诱导分化。这类化合物方法诱导的神经前体细胞和哺乳动物脑来源的神经前体细胞在很多方面相似，例如增值和自我更新能力，基因表达谱以及体内外的分化潜能等。

上述研究结果都证实了无需通过外源病毒的导入，就可以通过一定方式将哺乳动物的体细胞诱导转变为神经前体细胞，而小分子的主要作用方式，是激活细胞内源神经前体基因的表达。因此，我们提出通过特定细胞因子的组合，来激活分化细胞内神经前体标志基因的再表达，也可以实现将哺乳动物成纤维细胞向神经前体细胞的诱导转化。此外，由于细胞因子价格相对低廉，而且操作简便，便于在细胞培养基中进行添加。因此，这种添加特定细胞因子后，获得的有助于诱导生成神经前体细胞的培养基，将是一种安全、高效、又操作简便的培养系统，不仅能够促使分化的成体细胞转变为神经前体细胞，更适合应用于临床转化医学的应用。

技术实现要素：

本发明的目的在于提供一种有助于诱导生成神经前体细胞的诱导培养基，主要解决上述现有技术所存在的问题，该培养基中包含谱系特异性细胞因子，以一定浓度进行组合。通过该诱导培养基，可以在体外环境下，将哺乳动物体细胞诱导形成有功能的神经前体细胞。

为实现上述目的,本发明的技术方案是:

一种有助于诱导生成神经前体细胞的诱导培养基，其特征在于：其成份和含量是：

87％DMEM/F12培养基(Gibco)，

1％GlutaMAX(Gibco)，

2％B27minus vitamin A(Gibco)，

1～10μg/mL heparin(Stem Cell Technologies)，

1000units/mL LIF(mLIF或hLIF)(Merck Millipore)，

10～20ng/mL basic fibroblast growth factor(bFGF；R&D Systems)，

10～40ng/mL epidermal growth factor(EGF；Peprotech)。

此配方中，以上生长因子的特定组合，可以起到使体细胞转变为神经前体细胞状态的作用。

为实现利用上述诱导培养基进行哺乳动物体细胞转分化为神经前体细胞的效果，具体操作步骤如下：

1.利于哺乳动物成纤维细胞培养系统培养小鼠胚胎或成体成纤维细胞，或人成纤维细胞。

2.以一定比例将成纤维细胞进行接种，并通过添加了特殊细胞因子的上述诱导培养基进行培养，完成将哺乳动物体细胞转分化为神经前体细胞状态的过程，该过程需要约2-4周的时间。

3.此后采用神经前体细胞稳定培养系统，包括N2、B27(含维他命A)、FGF2、EGF等将这种转分化获得的神经前体细胞，稳定在功能性的神经前体细胞状态。该过程需要约1-2周的时间。

4.最终可将这类神经前体细胞进行扩增或者保存。

通过诱导培养基获得的神经前体细胞，具有与传统体内获得的神经前体细胞非常相似的分子特征，表现为具有一定的自我更新能力，和特异性的转录组以分化为神经系统细胞的潜能。

本发明的诱导培养基适合的细胞优选的是哺乳动物细胞，更优选小鼠胚胎成纤维细胞和小鼠成体成纤维细胞。

本发明的有益效果是通过调整培养基中的生长因子来调控上下游的信号通路，从而实现非整合型的体外诱导生成神经前体细胞。这种通过培养基实现细胞转分化的方式，不仅操作方面，更加安全和高效，而且稳定度高，适合哺乳动物细胞在转化医学方面的应用，能够促使分化的成体细胞转变为神经前体细胞。

附图说明

图1显示了通过添加特定生长因子的诱导培养基，进行小鼠胚胎成纤维细胞转变为神经前体细胞的流程，包括培养基的选择及时间点。

图2显示了添加特定生长因子的诱导培养基，诱导小鼠胚胎成纤维细胞生成神经前体细胞各时期的形态照片。

图3显示了添加特定生长因子的诱导培养基，诱导Nestin-GFP小鼠胚胎成纤维细胞生成神经前体细胞若干时间点的荧光显微照片。

图4显示了添加特定生长因子的诱导培养基，诱导Nestin-GFP小鼠胚胎成纤维细胞生成神经前体细胞的流式分析效率统计图。

图5显示了RNA-Seq二代测序结果，表明该诱导培养基可以促使诱导中的成纤维细胞表达神经前体细胞特异性基因，促进其向神经前体细胞转变。

图6显示了RNA-Seq二代测序结果，表明该诱导培养基可以抑制诱导中的成纤维细胞本有的成纤维特异性基因，促使其打破固有体细胞基因表达谱，从而向神经前体细胞转变。

图7显示了实时定量PCR结果，表明该诱导培养基生成的神经前体细胞表达神经干细胞特异性基因。

图8显示了免疫荧光的结果，表明该诱导培养基诱导生成的神经前体细胞表达神经干细胞特异性基因Nestin，Sox1和Sox2。

图9显示了通过添加特定生长因子的诱导培养基，进行小鼠成体成纤维细胞转变为神经前体细胞的流程。

图10显示了添加特定生长因子的诱导培养基，诱导Nestin-GFP小鼠成体成纤维细胞生成神经前体细胞若干时间点的荧光显微照片。

图11显示了实时定量PCR结果，表明该诱导培养基可以促使诱导中的成体成纤维细胞表达神经前体细胞特异性基因，促进其向神经前体细胞转变。

图12显示了实时定量PCR结果，表明该诱导培养基可以抑制诱导中的成纤维细胞本有的成纤维特异性基因，促使其打破固有成体细胞基因表达谱，从而向神经前体细胞转变。

图13显示了免疫荧光的结果，表明该诱导培养基诱导生成的神经前体细胞表达神经干细胞特异性基因Nestin，Sox1和Sox2。

图14显示了通过添加特定生长因子的诱导培养基，进行人成纤维细胞转变为神经前体细胞的流程。

图15显示了添加特定生长因子的诱导培养基，诱导人成纤维细胞转变为神经前体细胞的形态图。

具体实施方式

有关本发明的详细说明和技术内容，配合图式说明如下，然而所附图式仅提供参考与说明用，非用以限制本发明。

1、培养基

(1)成纤维细胞的培养基组成为：

89％基础培养基DMEM(Gibco)，

10％胎牛血清(FBS；Gibco)，

1％L-谷氨酰胺(Glutamax；Gibco)。

(2)发明所述有助于诱导生成神经前体细胞的诱导培养基，适用于小鼠胚胎成纤维细胞向神经前体细胞转变，其培养基成份及含量：

87％DMEM/F12培养基(Gibco)，

1％GlutaMAX(Gibco)，

2％B27minus vitamin A(Gibco)，

1-2.5μg/mL heparin(Stem Cell Technologies)，

1000units/mL mLIF(Merck Millipore)，

10-15ng/mL basic fibroblast growth factor(bFGF；R&D Systems)，

10-15ng/mL epidermal growth factor(EGF；Peprotech)。

(3)发明所述有助于诱导生成神经前体细胞的诱导培养基，适用于小鼠成体成纤维细胞向神经前体细胞转变，其培养基成份及含量：

87％DMEM/F12培养基(Gibco)，

1％GlutaMAX(Gibco)，

2％B27minus vitamin A(Gibco)，

2.5-5μg/mL heparin(Stem Cell Technologies)，

1000uni ts/mL mLIF(Merck Millipore)，

15-20ng/mL basic fibroblast growth factor(bFGF；R&D Systems)，

15-20ng/mL epidermal growth factor(EGF；Peprotech)。

(4)发明所述有助于诱导生成神经前体细胞的诱导培养基，适用于人成纤维细胞向神经前体细胞转变，其培养基成份及含量：

87％DMEM/F12培养基(Gibco)，

1％GlutaMAX(Gibco)，

2％B27minus vitamin A(Gibco)，

10μg/mL heparin(Stem Cell Technologies)，

1000units/mL hLIF(Merck Millipore)，

20ng/mL basic fibroblast growth factor(bFGF；R&D Systems)，

40ng/mL epidermal growth factor(EGF；Peprotech)。

(5)小鼠神经前体细胞稳定培养基组成为：DMEM/F12培养基(Gibco)，外加1％N2(Invitrogen)，2％B27(Invitrogen),20ng/mL basic fibroblast growth factor(bFGF；R&D Systems)和10ng/mL epidermal growth factor(EGF；Peprotech)。

(6)人源神经干细胞无血清培养基：采用Angecon公司的AngCell人源神经干细胞无血清培养基。

2、用于转分化诱导的细胞

转分化诱导采用的体细胞类型分别为小鼠胚胎成纤维细胞，小鼠成体成纤维细胞，以及人成纤维细胞，这三类细胞均为发明人自行制备。此外，发明人还优选出一种Nestin-GFP转基因小鼠的成纤维细胞，该细胞在转变为神经前体细胞时，可表达绿色荧光蛋白(GFP)，在荧光显微镜下呈现绿色，而在成纤维细胞中该绿色荧光蛋白不表达。通过流式细胞仪分析绿色荧光细胞的比例，可以证实该诱导培养基的诱导效率。

实施例1

准备普通小鼠胚胎成纤维细胞，采用成纤维细胞培养基进行培养，该培养基组成为：89％基础培养基DMEM(Gibco)，10％胎牛血清(FBS；Gibco)和1％L-谷氨酰胺(Glutamax；Gibco)。

(1)以150000个细胞/孔的密度种植细胞于24孔细胞培养板内，采用发明所述适用于小鼠胚胎成纤维细胞向神经前体细胞转变的诱导培养基：87％DMEM/F12培养基(Gibco)，1％GlutaMAX(Gibco)，2％B27minus vitamin A(Gibco)，1μg/mL heparin(Stem Cell Technologies)，1000units/mL mLIF(Merck Millipore)，10ng/mL basic fibroblast growth factor(bFGF；R&D Systems)，10ng/mL epidermal growth factor(EGF；Peprotech)。诱导起始的7天内，每天一次轻轻吹打细胞，目的是使成团块聚集的细胞悬浮起来，形成较好的细胞球形，每两天更换新鲜诱导培养基一次。7天后，不再吹打细胞，细胞开始贴壁，继续使用小鼠胚胎成纤维细胞诱导培养基，每两天更换新鲜小鼠胚胎成纤维细胞诱导培养基一次。此时，细胞从贴壁的团块中迅速扩增起来，可观察到细胞呈区域性增殖。

(2)诱导起始14天后，用trypsin/EDTA(Invitrogen)将24孔培养板中每一个孔的细胞分别消化下来，铺到对应的一个35mm细胞培养皿中，此时更换为小鼠神经前体细胞稳定培养基：DMEM/F12培养基(Gibco)，外加1％N2(Invitrogen)，2％B27(Invitrogen)，20ng/mL basic fibroblast growth factor(bFGF；R&D Systems)和10ng/mL epidermal growth factor(EGF；Peprotech)。继续培养7天后，可观察到贴壁细胞的边缘爬出很多类似神经上皮样细胞，形成神经网络状结构，这些细胞经消化后进行扩增，最终可形成成熟的神经前体细胞，具有典型神经前体细胞形态。

(3)培养基成份及使用时间如图1所示。细胞变化形态如图2所示。

实施例2

准备Nestin-GFP小鼠胚胎成纤维细胞，采用成纤维细胞培养基进行培养，该培养基组成为：89％基础培养基DMEM(Gibco)，10％胎牛血清(FBS；Gibco)和1％L-谷氨酰胺(Glutamax；Gibco)。

(1)以150000个细胞/孔的密度，将Nestin-GFP小鼠胚胎成纤维细胞接种于24孔细胞培养板内，采用发明所述适用于小鼠胚胎成纤维细胞向神经前体细胞转变的诱导培养基：87％DMEM/F12培养基(Gibco)，1％GlutaMAX(Gibco)，2％B27minus vitamin A(Gibco)，2.5μg/mL heparin(Stem Cell Technologies)，1000units/mL mLIF(Merck Millipore)，15ng/mL basic fibroblast growth factor(bFGF；R&D Systems)，15ng/mL epidermal growth factor(EGF；Peprotech)。诱导起始的7天内，每天一次轻轻吹打细胞，目的是使成团块聚集的细胞悬浮起来，形成较好的细胞球形，每两天更换该新鲜诱导培养基一次，此时可见细胞逐渐出现绿色荧光。7天后，不再吹打细胞，细胞开始贴壁，继续使用该诱导培养基，每两天更换新鲜培养基一次。此时，细胞从贴壁的团块中迅速扩增起来，可观察到细胞呈区域性增殖，并且绿色荧光细胞变多，绿色荧光信号变强。

(2)诱导起始14天后，用trypsin/EDTA(Invitrogen)将24孔培养板中每一个孔的细胞分别消化下来，铺到对应的一个35mm细胞培养皿中，此时更换为小鼠神经前体细胞稳定培养基：DMEM/F12培养基(Gibco)，外加1％N2(Invitrogen)，2％B27(Invitrogen)，20ng/mL basic fibroblast growth factor(bFGF；R&D Systems)和10ng/mL epidermal growth factor(EGF；Peprotech)。继续培养7天后，可观察到贴壁细胞的边缘爬出很多类似神经上皮样细胞，形成神经网络状结构，呈现强绿色荧光信号。这些细胞经消化后进行扩增，最终可形成成熟的神经前体细胞，具有典型神经前体细胞形态。

(3)培养基成份、使用时间及操作流程如图1所示。细胞变化形态如图3所示。

(4)由于选用Nestin-GFP小鼠胚胎成纤维细胞作为转分化诱导的起始细胞，在荧光显微镜下，可见成功实现转分化的细胞形成神经球样的形态，以及呈现绿色荧光的表达，如图3所示。在整个操作过程中的不同时间点，采用流式细胞分析技术对表达绿色荧光细胞的比例进行分析，可见在操作14天时，绿色荧光细胞比例超过80％，而此时采用的是发明所述的诱导培养基，高度证明该培养基可以促进成纤维细胞向神经前体细胞的转变。如图4所示。

(5)在细胞进行转变的过程中，提取细胞的RNA，通过二代测序技术--RNA-Seq对转变过程中的细胞进行基因表达谱分析，证明这些使用了含发明所述的特定细胞因子的诱导培养基进行培养的细胞，逐渐开始表达神经前体细胞的标志基因，并且表达量可维持在较高水平，证明该诱导培养基可以促进成纤维细胞向神经前体细胞的转变，激活内源的神经前体细胞的基因调控通路。如图5所示。

(6)此外，进一步通过二代测序技术--RNA-Seq对转变过程中的细胞进行基因表达谱分析，发现这些使用了含发明所述的特定细胞因子的诱导培养基进行培养的细胞，其原本的成纤维细胞特有的表达谱被逐渐抹除，进一步证明了该诱导培养基可以抑制成纤维细胞本有的体细胞表达谱，并激活神经前体细胞的表达谱，从而促进成纤维细胞向神经前体细胞的转变。如图6所示。

(7)通过实时定量PCR检测，证实采用了诱导培养基后，成纤维细胞特异性的标志基因Thy1的表达量逐渐降低，而神经前体细胞的标志基因Nestin的表达量逐渐升高，证明了该发明的诱导培养基具有促进成纤维细胞向神经前体细胞转变的功能。如图7所示。

(8)对该诱导培养基获得的神经前体细胞进行蛋白标志染色分析，证实其从蛋白水平，已高表达神经前体标志蛋白Nestin、Sox1和Sox2。如图8所示。

实施例3

准备Nestin-GFP小鼠成体成纤维细胞，采用成纤维细胞培养基进行培养，该培养基组成为：89％基础培养基DMEM(Gibco)，10％胎牛血清(FBS；Gibco)和1％L-谷氨酰胺(Glutamax；Gibco)。

(1)以200000个细胞/孔的密度种植细胞于24孔培养板中，将培养体系更换为适用于小鼠成体成纤维细胞向神经前体细胞转变的诱导培养基：87％DMEM/F12培养基(Gibco)，1％GlutaMAX(Gibco)，2％B27minus vitamin A(Gibco)，5μg/mL heparin(Stem Cell Technologies)，1000units/mL mLIF(Merck Millipore)，20ng/mL basic fibroblast growth factor(bFGF；R&D Systems)，20ng/mL epidermal growth factor(EGF；Peprotech)。诱导起始的7天内，每天一次轻轻吹打细胞，目的是使成团块聚集的细胞悬浮起来，形成较好的细胞球形，每两天更换新鲜诱导培养基一次，此时可见细胞逐渐出现绿色荧光。此后，不再吹打细胞，细胞开始贴壁，继续使用诱导培养基，每两天更换该诱导培养基一次。此时，细胞从贴壁的团块中迅速扩增起来，可观察到细胞呈区域性增殖，并且绿色荧光细胞变多，绿色荧光信号变强。诱导起始21天后，用trypsin/EDTA(Invitrogen)将24孔培养板中每一个孔的细胞分别消化下来，铺到对应的一个35mm细胞培养皿中，此时更换为小鼠神经前体细胞稳定培养基：DMEM/F12培养基(Gibco)，外加1％N2(Invitrogen)，2％B27(Invitrogen)，20ng/mL basic fibroblast growth factor(bFGF；R&D Systems)和10ng/mL epidermal growth factor(EGF；Peprotech)。继续培养7天后，细胞呈现强绿色荧光信号。这些细胞经消化后进行扩增，最终可形成成熟的神经前体细胞，具有典型神经前体细胞形态。

(2)培养基成份、使用时间及操作流程如图9所示。细胞变化形态如图10所示。

(3)在成体成纤维细胞向神经前体细胞进行转变的过程中，提取细胞的RNA，通过实时定量PCR检测，证实采用了诱导培养基后，成体成纤维细胞逐渐高水平表达神经前体细胞的标志基因如Pax6、Sox2和Nestin，证明了该发明的诱导培养基具有促进成纤维细胞向神经前体细胞转变的功能。如图11所示。

(4)通过实时定量PCR检测，证实采用了诱导培养基后，成体成纤维细胞特异性的标志基因Thy1和Col1a1的表达量逐渐降低，进一步证明了该诱导培养基可以抑制成纤维细胞本有的体细胞表达谱，并激活神经前体细胞的表达谱，从而促进成纤维细胞向神经前体细胞的转变。如图12所示。

(5)对该诱导培养基获得的神经前体细胞进行蛋白标志染色分析，证实其从蛋白水平，已高水平表达神经前体标志蛋白Nestin、Sox1和Sox2。如图13所示。

实施例4

准备人成纤维细胞，采用成纤维细胞培养基进行培养，该培养基组成为：89％基础培养基DMEM(Gibco)，10％胎牛血清(FBS；Gibco)和1％L-谷氨酰胺(Glutamax；Gibco)。

(1)以350000个细胞/孔的密度种植细胞于24孔培养板中，将培养体系更换为人成纤维细胞诱导培养基：87％DMEM/F12培养基(Gibco)，1％GlutaMAX(Gibco)，2％B27minus vitamin A(Gibco)，10μg/mL heparin(Stem Cell Technologies)，1000units/mL hLIF(Merck Millipore)，20ng/mL basic fibroblast growth factor(bFGF；R&D Systems)，40ng/mL epidermal growth factor(EGF；Peprotech)。诱导起始的14天内，每天一次轻轻吹打细胞，目的是使成团块聚集的细胞悬浮起来，形成较好的细胞球形，每两天更换新鲜人成纤维细胞诱导培养基一次。此后，不再吹打细胞，细胞开始贴壁，继续使用人成纤维细胞诱导培养基，每两天更换该诱导培养基一次。此时，细胞从贴壁的团块中慢慢扩增起来，可观察到部分细胞呈区域性增殖。诱导起始28天后，用trypsin/EDTA(Invitrogen)将24孔培养板中每一个孔的细胞分别消化下来，铺到对应的一个35mm细胞培养皿中，此时更换为Angecon公司的AngCell人源神经干细胞无血清培养基。继续培养14天后，最终可形成成熟的神经前体细胞。这些细胞经消化后进行扩增，具有典型神经前体细胞形态。

(2)培养基成份、使用时间及操作流程如图14所示。诱导获得的人神经前体细胞形态如图15所示。

因此，本发明得出，运用本发明所述的含特定细胞因子的诱导培养基，可以将包括小鼠胚胎成纤维细胞、小鼠成体成纤维细胞和人成纤维细胞在内的哺乳哺乳动物成纤维细胞，转变为神经前体细胞状态，并通过对应的神经前体培养系统稳定地维持在这一状态。本发明所述的有助于诱导生成神经前体细胞的培养基进行细胞转分化的优势在于，其没有病毒外源基因的整合，使用更加安全，同时操作方便，效率高很大程度上提高了临床应用的潜能。

以上所述者，仅为本发明的较佳可行实施例而已，非因此即局限本发明的专利范围，举凡运用本发明说明书及图式内容所为的等效结构变化，均理同包含于本发明的权利范围内，合予陈明。